Technika real-time PCR wraz z analizą danych

Formy i metody pracy:

• Część Teoretyczna: Wykład

Przedstawienie niezbędnych zagadnień teoretycznych związanych z techniką real-Time PCR, umożliwienie uczestnikom zrozumienia podstaw teoretycznych niezbędnych do wykonania ćwiczeń praktycznych, dostarczenie praktycznych przykładów, wskazówek i porad dotyczących optymalizacji oraz problemów i ich rozwiązań. Uczestnicy mają możliwość zadawania pytań na bieżąco. W drugim dniu szkolenia “case studies” – analiza rzeczywistych przypadków użycia real-Time PCR w różnych aplikacjach, takich jak diagnostyka kliniczna, badania naukowe, kontrola jakości.

• Część Praktyczna: Indywidualna praca pod nadzorem prowadzących

Zdobycie praktycznych umiejętności w zakresie przeprowadzanie reakcji real-Time PCR. Nabycie doświadczenia w analizie danych z wykorzystaniem dostępnego oprogramowania. Rozwiązanie problemów napotkanych podczas praktyki z pomocą ekspertów.

Forma: Ćwiczenia praktyczne w tym samodzielna izolacja DNA, kontrola ilości i jakości wyizolowanego materiału, przygotowanie prób, samodzielne pipetowanie, przygotowanie mieszaniny reakcyjnej, przeprowadzenie reakcji Real-Time PCR tj. ustawianie parametrów sprzętu, programowanie reakcji, monitorowanie przebiegu reakcji.

Analiza danych: Interpretacja wyników qPCR za pomocą specjalistycznego oprogramowania. Identyfikacja i rozwiązywanie problemów (np. niespecyficzne produkty, problemy z amplifikacją). Dyskusje na temat napotkanych problemów i wspólne rozwiązywanie. Wymiana doświadczeń i między uczestnikami oraz indywidualne konsultacje.

Narzędzia i materiały dydaktyczne:

• prezentacja multimedialna zawierająca diagramy, wykresy, zdjęcia z przeprowadzonych reakcji
• skrypt zawierający m.in artykuł naukowy do samodzielnego zapoznania się
• wykład dostępny w formie elektronicznej
• materiały do notowania tj. notatnik, długopis
• bakterie, zestaw do izolacji DNA, pipety, tipsy, termoblok, worteks, wirówka, densytometr, komputer, termocykler, zestaw do reakcji qPCR, komora laminarna

Certyfikat/zaświadczenie:

Dokument w formie papierowej wystawiany po szkoleniu potwierdzający uczestnictwo w szkoleniu, wydawany bezterminowo.

Metody ewaluacji

• test kompetencji pre-post - Ocena początkowej wiedzy uczestników oraz identyfikacja obszarów wymagających szczególnej uwagi w formie testu pisemny lub w wersji online, zawierający pytania dotyczące podstaw biologii molekularnej, PCR oraz real-time PCR.
• ewaluacja w czasie szkolenia - Quizy i krótkie testy: krótkie testy po każdym module teoretycznym, zawierające pytania zamknięte i otwarte.
• ewaluacja końcowa: Pisemny test końcowy zawierający pytania wielokrotnego wyboru, pytania otwarte oraz zadania problemowe związane z real-time PCR.
• ankieta ewaluacyjna - Uzyskanie informacji zwrotnej od uczestników na temat jakości szkolenia, przydatności materiałów oraz satysfakcji z kursu w formie ankiety wypełnianej anonimowo, z pytaniami otwartymi i zamkniętymi, dotyczącymi różnych aspektów szkolenia (treść, metody nauczania, materiały, organizacja, praca z instruktorami).
• ewaluacja długoterminowa - Ankiety wysyłane kilka miesięcy po zakończeniu szkolenia, z pytaniami dotyczącymi praktycznego wykorzystania zdobytych umiejętności w pracy zawodowej, satysfakcji z szkolenia i ewentualnych sugestii dotyczących przyszłych kursów.

Zakres merytoryczny:

I część teoretyczna

• Zapoznanie z przepisami BHP i oceną ryzyka
• Podstawowe informacje na temat metody qPCR i jej modyfikacje
• Mechanizm działania klasycznego PCR a real-time PCR
• Startery i sondy
• Rodzaje sond (np. TaqMan, Molecular Beacons)
• Kryteria wyboru starterów i sond
• Wybór odczynników, sprzętu i ich znaczenie
• Metody izolacji materiału genetycznego – DNA/RNA
• Metody oceny skuteczności izolacji materiału genetycznego
• Reakcja rtPCR
• Przygotowanie prób do reakcji qPCR
• Teoretyczny wstęp do analizy krzywych amplifikacyjnych
• Metoda absolutna vs względna

I część praktyczna

• Izolacja DNA bakteryjnego oraz ocena jego ilości i czystości

II część praktyczna

• Projektowanie eksperymentu w tym profilu temperaturowo-czasowego
• Obsługa termocyklera
• Przygotowanie reakcji oraz praca z płytką

II część teoretyczna

• Projektowanie starterów, wybór stabilnego genu referencyjnego
• Jak kontrolować przebieg reakcji?
• Jak interpretować wyniki?
• Różne zastosowania metody qPCR
• Analiza wyników przeprowadzonego badania w tym analiza krzywych amplifikacji, interpretacja krzywych amplifikacji, identyfikacja problemów (np. niespecyficzne produkty, brak amplifikacji), analiza krzywych topnienia (dla SYBR Green), ocena specyficzności produktów PCR
• Optymalizacja i troubleshooting

Zapewniamy:

Materiały dydaktyczne i edukacyjne:

• prezentacje multimedialne: Dostęp do slajdów i materiałów prezentowanych podczas wykładów
• przykłady i case studies: Zbiór rzeczywistych przypadków użycia Real-Time PCR oraz analizę wyników.
• skrypt: Kompletne materiały teoretyczne obejmujące wszystkie omawiane zagadnienia i artykułu uzupełniające

Narzędzia i sprzęt laboratoryjny:

• dostęp do w pełni wyposażonego laboratorium: Nowoczesny sprzęt, w tym termocyklery real-time PCR, pipety, mikrowirówki, komputer z oprogramowaniem do analizy danych
• odczynniki i materiały eksploatacyjne: Wszystkie niezbędne odczynniki, matryce DNA, startery, sondy, materiały do przygotowania próbek
• środki ochrony indywidualnej

Wsparcie merytoryczne i techniczne:

• prowadzący szkolenie to naukowcy z doświadczeniem i praktyką w technice real-time PCR.
• indywidualne konsultacje: Możliwość zadawania pytań i uzyskiwania spersonalizowanych porad podczas całego szkolenia
• wsparcie techniczne: Pomoc techniczna związana z obsługą sprzętu i rozwiązywaniem problemów technicznych
• konsultacje poszkoleniowe w formie e-mail do 3 miesięcy po zrealizowanym szkoleniu

Organizacja i logistyka:

• Materiały piśmiennicze: Notatniki, długopisy (na użytek własny), markery, tablice, sala wykładowa
• Przerwy kawowe: Napoje (kawa, herbata, woda) zapewniane w trakcie trwania szkolenia
• Zaświadczenie o odbyciu szkolenia

Minimalne wymagania dot. uczestnictwa:

• Podstawowa wiedza z zakresu biologii molekularnej tj. znajomość podstawowych pojęć, procesów i technik, tj. DNA, RNA, transkrypcja, translacja, standardowy PCR, elektroforeza żelowa.
• Podstawowe umiejętności pracy w laboratorium badawczym tj. pipetowanie, przygotowanie próbek, bezpieczna praca z odczynnikami.
• Znajomość podstawowych zasad bezpieczeństwa i higieny pracy (BHP) w laboratorium
• Podstawowa znajomość obsługi komputera

Dodatkowe, ale nieobowiązkowe wymagania:

• Doświadczenie w pracy z PCR
• Znajomość języka angielskiego (wiele programów jest dostępna tylko w j. angielskim, dlatego znajomość języka na poziomie umożliwiającym poruszanie się w programie będzie pomocna)